Экологическая ДНК

Экологическая ДНК или eDNA (англ. Environmental DNA) — это ДНК, собираемая из различных образцов окружающей среды, таких как почва, осадок, морская вода, снег или воздух, а не непосредственно из отдельного организма. По мере взаимодействия различных организмов с окружающей средой, ДНК выделяется и накапливается в их окружении из различных источников. Такая eDNA может быть секвенирована с помощью методов экологической омики для выявления информации о видах, присутствующих в экосистеме, включая микроскопические организмы, которые иначе не видны или не обнаруживаются.

Общие сведения
Экологическая ДНК

Описание

В последние годы eDNA используется как инструмент для обнаружения редких и исчезающих видов, которые иначе не были бы замечены. В 2020 году исследователи в области здравоохранения начали применять методы eDNA для отслеживания пандемии COVID-19[1].

Примеры источников eDNA включают, но не ограничиваются: фекалии, слизь, гаметы, сброшенная кожа, трупы и волосы[2]. Образцы могут быть проанализированы с помощью высокопроизводительных методов секвенирования ДНК, известных как метагеномика, метабаркодирование и детекция отдельных видов, для быстрого мониторинга и измерения биоразнообразия. Для лучшего различения организмов в образце используется метабаркодирование ДНК, при котором анализируются образцы и используются ранее изученные библиотеки ДНК, такие как BLAST, для определения присутствующих организмов[3].

eDNA метабаркодирование — это новый метод оценки биоразнообразия, при котором образцы берутся из окружающей среды (вода, осадок или воздух), из которых выделяется ДНК, затем амплифицируется с помощью общих или универсальных праймеров в полимеразной цепной реакции и секвенируется с использованием секвенирования следующего поколения, что позволяет получить тысячи или миллионы прочтений. На основе этих данных можно определить присутствие видов и оценить общее биоразнообразие. Это междисциплинарный метод, объединяющий традиционную полевую экологию с молекулярными методами и современными вычислительными инструментами.

Анализ eDNA имеет большой потенциал не только для мониторинга обычных видов, но и для генетического обнаружения и идентификации других существующих видов, что может повлиять на усилия по их сохранению[4]. Этот метод позволяет проводить биомониторинг без необходимости сбора живых организмов, что даёт возможность изучать инвазивные, скрытные или исчезающие виды без дополнительного антропогенного стресса. Доступ к этой генетической информации критически важен для понимания численности популяций, распространения видов и динамики популяций для плохо изученных видов. Важно, что eDNA часто оказывается более экономически эффективной по сравнению с традиционными методами отбора проб[5]. Сохранность образцов eDNA зависит от их сохранения в окружающей среде.

Почва, вечная мерзлота, пресная и морская вода — хорошо изученные макроокружения, из которых были выделены образцы eDNA, каждое из которых включает множество более специфических субокружений[6]. Благодаря своей универсальности, eDNA применяется во многих субокружениях, таких как отбор проб пресной воды, морской воды, почвы (тундровая мерзлота), донных осадков (река, озеро, пруд, морское дно)[7], или других средах, где обычные методы отбора проб затруднены[6].

7 декабря 2022 года в журнале Nature было опубликовано исследование, в котором сообщается о выделении двухмиллионнолетней eDNA из отложений Гренландии, что на данный момент считается самой древней секвенированной ДНК.

Обзор

Экологическая ДНК или eDNA описывает генетический материал, присутствующий в образцах окружающей среды, таких как осадок, вода и воздух, включая целые клетки, внеклеточную ДНК и, возможно, целые организмы[8]. Анализ eDNA начинается со сбора интересующего образца окружающей среды. ДНК из образца затем выделяется и очищается. Очищенная ДНК затем амплифицируется для определённого генного маркера, чтобы её можно было секвенировать и классифицировать по последовательности[9]. На основе этой информации возможно обнаружение и классификация видов.

eDNA может поступать из кожи, слизи, слюны, спермы, выделений, яиц, фекалий, мочи, крови, корней, листьев, плодов, пыльцы и разлагающихся тел крупных организмов, а микроорганизмы могут быть получены целиком[10][4]. Образование eDNA зависит от биомассы, возраста и активности питания организма, а также физиологии, жизненного цикла и использования пространства[11][12][13].

Несмотря на относительную новизну метода, eDNA уже доказала огромный потенциал в биомониторинге. Традиционные методы оценки видового богатства и численности ограничены таксономической идентификацией, могут вызывать нарушение или разрушение среды обитания и часто не позволяют обнаружить мелкие или скрытные виды, что делает невозможной оценку всего сообщества. eDNA может дополнять эти методы, позволяя выявлять разные виды, охватывать большее разнообразие и повышать таксономическое разрешение. Кроме того, eDNA способна обнаруживать редкие виды[11][14], но не позволяет определять качественные параметры популяции, такие как соотношение полов и состояние особей, поэтому она идеальна для дополнения традиционных исследований. Тем не менее, eDNA полезна для обнаружения первых появлений инвазивных видов, продолжающегося присутствия аборигенных видов, считавшихся вымершими или находящихся под угрозой, а также других скрытных видов, встречающихся в низкой плотности и труднодоступных для традиционных методов. Деградация eDNA в окружающей среде ограничивает возможности исследований, поскольку часто остаются только небольшие фрагменты генетического материала, особенно в тёплых, тропических регионах. Кроме того, различная скорость деградации в зависимости от условий среды и возможность перемещения ДНК по среде, например, по воде, могут влиять на интерпретацию пространственно-временных тенденций видов и сообществ[11][15][10][16][13]. Несмотря на эти недостатки, eDNA всё же может определять относительную или ранговую численность, поскольку некоторые исследования показали её корреляцию с биомассой, хотя вариабельность природных образцов затрудняет количественную оценку[4].[12] Хотя eDNA имеет многочисленные применения в охране природы, мониторинге и оценке экосистем, а также в других ещё не описанных областях, высокая изменчивость концентраций eDNA и возможная неоднородность по водоёму делают необходимой оптимизацию процедуры, желательно с пилотным исследованием для каждой новой задачи, чтобы убедиться, что дизайн отбора проб подходит для обнаружения целевого объекта[17].

Community DNA

Хотя определение eDNA кажется однозначным, границы между различными формами ДНК размыты, особенно по сравнению с ДНК сообщества, которая описывается как совокупные образцы организмов. Возникает вопрос: если в образцах eDNA обнаруживаются целые микроорганизмы, изменяет ли это классификацию образца на образец ДНК сообщества? Кроме того, классификация генетического материала из фекалий проблематична и часто также относится к eDNA. Различие между ними важно, поскольку ДНК сообщества указывает на присутствие организмов в определённое время и в определённом месте, тогда как eDNA может поступать из другого места, из фекалий хищников или из прошлого присутствия, однако такое различие часто невозможно. Тем не менее, eDNA можно условно отнести к широкому спектру исследований ДНК биоразнообразия, включая анализ фекалий и совокупные образцы, если они применимы к исследованию биоразнообразия и анализу экосистем

selfDNA

Понятие selfDNA возникло благодаря открытиям учёных из Университета Неаполя Федерико II, опубликованным в 2015 году в журнале New Phytologist,[18] о самоингибирующем эффекте внеклеточной ДНК у растений[19], а также у бактерий, грибов, водорослей, растений, простейших и насекомых[20]. Источником такой внеклеточной ДНК может быть растительный опад, а также другие источники в различных экосистемах и организмах; экспериментально показано, что размер фрагментов ДНК, оказывающих ингибирующее действие на свои организмы, обычно составляет от 200 до 500 пар оснований. Предполагается, что феномен selfDNA влияет на экологические взаимодействия и механистически опосредуется DAMPs[21][22] и может иметь потенциал для разработки биоцидных приложений.

eDNA метабаркодирование

eDNA метабаркодирование применяется для мониторинга разнообразия во всех средах и таксономических группах, реконструкции древних экосистем, изучения взаимодействий растений и опылителей, анализа рациона, обнаружения инвазивных видов, оценки реакции на загрязнение и мониторинга качества воздуха. Это уникальный метод, находящийся в стадии развития, и, вероятно, будет совершенствоваться по мере развития технологий и стандартизации процедур. Однако по мере оптимизации метабаркодирования и расширения его применения оно, вероятно, станет важнейшим инструментом экологического мониторинга и глобальных исследований по сохранению природы.

Внеклеточная и реликтовая ДНК

Внеклеточная ДНК, иногда называемая реликтовой ДНК, — это ДНК от мёртвых микробов. Свободная внеклеточная ДНК (eDNA), большая часть которой выделяется при гибели клеток, практически повсеместна в окружающей среде. Её концентрация в почве может достигать 2 мкг/л, а в природных водоёмах — до 88 мкг/л[23]. Для eDNA предложены различные возможные функции: она может участвовать в горизонтальном переносе генов[24]; служить источником питательных веществ[25]; а также действовать как буфер для ионов или антибиотиков. Внеклеточная ДНК функционирует как компонент внеклеточного матрикса в биоплёнках ряда бактериальных видов. Она может служить фактором распознавания для регуляции прикрепления и расселения определённых типов клеток в биоплёнке[26]; способствовать формированию биоплёнки[27]; а также повышать физическую прочность и устойчивость биоплёнки к биологическому стрессу[28].

Под названием экологической ДНК eDNA всё шире используется в естественных науках как инструмент для экологии, мониторинга перемещений и присутствия видов в воде, воздухе или на суше, а также для оценки биоразнообразия территории[29].

На диаграмме справа количество реликтовой ДНК в микробной среде определяется поступлением, связанным с гибелью жизнеспособных особей с целой ДНК, и потерями, связанными с деградацией реликтовой ДНК. Если разнообразие последовательностей в пуле реликтовой ДНК существенно отличается от такового в пуле целой ДНК, то реликтовая ДНК может искажать оценки микробного биоразнообразия (что показано разными цветами) при отборе проб из общего пула ДНК[30]. Для стандартизации данных о методах отбора и анализа, а также таксономических и онтологических связей предложен стандарт STARDIT[31].

Примечания

  1. Экологическая ДНК — как инструмент для обнаружения исчезающих видов помог в борьбе с пандемией COVID-19 (21 апреля 2021). Дата обращения: 1 июня 2024.
  2. Что такое eDNA? Freshwater Habitats Trust. Дата обращения: 1 июня 2024.
  3. Fahner, Nicole (2016). “Large-Scale Monitoring of Plants through Environmental DNA Metabarcoding of Soil: Recovery, Resolution, and Annotation of Four DNA Markers”. PLOS ONE. 11 (6): 1—16. Bibcode:2016PLoSO..1157505F. DOI:10.1371/journal.pone.0157505. ISSN 1932-6203. PMC 4911152. PMID 27310720.
  4. 1 2 3 Bohmann, Kristine; Evans, Alice; Gilbert, M. Thomas P.; Carvalho, Gary R.; Creer, Simon; Knapp, Michael; Yu, Douglas W.; de Bruyn, Mark (2014-06-01). “Environmental DNA for wildlife biology and biodiversity monitoring”. Trends in Ecology & Evolution. 29 (6): 358—367. DOI:10.1016/j.tree.2014.04.003. ISSN 1872-8383.
  5. Qu, Chanjuan; Stewart, Kathryn A. (2019-02-18). “Evaluating monitoring options for conservation: comparing traditional and environmental DNA tools for a critically endangered mammal”. The Science of Nature [англ.]. 106 (3): 9. Bibcode:2019SciNa.106....9Q. DOI:10.1007/s00114-019-1605-1. ISSN 1432-1904. S2CID 66881381.
  6. 1 2 Thomsen, Philip Francis; Willerslev, Eske (2015-03-01). “Environmental DNA – An emerging tool in conservation for monitoring past and present biodiversity”. Biological Conservation. Special Issue: Environmental DNA: A powerful new tool for biological conservation. 183: 4—18. Bibcode:2015BCons.183....4T. DOI:10.1016/j.biocon.2014.11.019.
  7. Tsuji, Satsuki (2016). “Effects of water pH and proteinase K treatment on the yield of environmental DNA from water samples”. Limnology. 18: 1—7. DOI:10.1007/s10201-016-0483-x. ISSN 1439-8621. S2CID 44793881.
  8. Ficetola, Gentile Francesco; Miaud, Claude; Pompanon, François; Taberlet, Pierre (2008). “Species detection using environmental DNA from water samples”. Biology Letters. 4 (4): 423—425. DOI:10.1098/rsbl.2008.0118. PMC 2610135. PMID 18400683.
  9. Deiner, Kristy; Walser, Jean-Claude; Mächler, Elvira; Altermatt, Florian (2015). “Choice of capture and extraction methods affect detection of freshwater biodiversity from environmental DNA”. Biological Conservation. 183: 53—63. Bibcode:2015BCons.183...53D. DOI:10.1016/j.biocon.2014.11.018.
  10. 1 2 Taberlet, Pierre; Coissac, Eric; Pompanon, François; Brochmann, Christian; Willerslev, Eske (2012). “Towards next-generation biodiversity assessment using DNA metabarcoding”. Molecular Ecology. 21 (8): 2045—2050. Bibcode:2012MolEc..21.2045T. DOI:10.1111/j.1365-294X.2012.05470.x. PMID 22486824. S2CID 41437334.
  11. 1 2 3 Stewart, Kathryn; Ma, Hongjuan; Zheng, Jinsong; Zhao, Jianfu (2017). “Using environmental DNA to assess population-wide spatiotemporal reserve use”. Conservation Biology [исп.]. 31 (5): 1173—1182. Bibcode:2017ConBi..31.1173S. DOI:10.1111/cobi.12910. ISSN 1523-1739. PMID 28221696. S2CID 3781648.
  12. 1 2 Barnes, Matthew A.; Turner, Cameron R. (2016). “The ecology of environmental DNA and implications for conservation genetics”. Conservation Genetics. 17 (1): 1—17. Bibcode:2016ConG...17....1B. DOI:10.1007/s10592-015-0775-4. S2CID 14914544.
  13. 1 2 Hering, Daniel; Borja, Angel; Jones, J.Iwan; Pont, Didier; Boets, Pieter; Bouchez, Agnes; Bruce, Kat; Drakare, Stina; Hänfling, Bernd; Kahlert, Maria; Leese, Florian; Meissner, Kristian; Mergen, Patricia; Reyjol, Yorick; Segurado, Pedro; Vogler, Alfried; Kelly, Martyn (2018). “Implementation options for DNA-based identification into ecological status assessment under the European Water Framework Directive”. Water Research. 138: 192—205. Bibcode:2018WatRe.138..192H. DOI:10.1016/j.watres.2018.03.003. PMID 29602086. S2CID 5008250.
  14. Ma, Hongjuan; Stewart, Kathryn; Lougheed, Stephen; Zheng, Jinsong; Wang, Yuxiang; Zhao, Jianfu (2016-12-01). “Characterization, optimization, and validation of environmental DNA (eDNA) markers to detect an endangered aquatic mammal”. Conservation Genetics Resources [англ.]. 8 (4): 561—568. Bibcode:2016ConGR...8..561M. DOI:10.1007/s12686-016-0597-9. ISSN 1877-7260. S2CID 1613649.
  15. Coissac, Eric; Riaz, Tiayyba; Puillandre, Nicolas (2012). “Bioinformatic challenges for DNA metabarcoding of plants and animals”. Molecular Ecology. 21 (8): 1834—1847. Bibcode:2012MolEc..21.1834C. DOI:10.1111/j.1365-294X.2012.05550.x. PMID 22486822. S2CID 24398174.
  16. Eichmiller, Jessica J.; Best, Sendréa E.; Sorensen, Peter W. (2016). “Effects of Temperature and Trophic State on Degradation of Environmental DNA in Lake Water”. Environmental Science & Technology. 50 (4): 1859—1867. Bibcode:2016EnST...50.1859E. DOI:10.1021/acs.est.5b05672. PMID 26771292.
  17. Carew, Melissa E.; Pettigrove, Vincent J.; Metzeling, Leon; Hoffmann, Ary A. (2013). “Environmental monitoring using next generation sequencing: Rapid identification of macroinvertebrate bioindicator species”. Frontiers in Zoology. 10 (1): 45. DOI:10.1186/1742-9994-10-45. PMC 3750358. PMID 23919569.
  18. Extracellular self-DNA warns plants of danger. www.newphytologist.org. Дата обращения: 10 января 2022.
  19. Mazzoleni S, Bonanomi G, Incerti G, Chiusano ML, Termolino P, Mingo A, Senatore M, Giannino F, Cartenì F, Rietkerk M, Lanzotti V. 2015a. Inhibitory and toxic effects of extracellular self-DNA in litter: a mechanism for negative plant–soil feedbacks? New Phytologist 205: 1195–1210
  20. Mazzoleni S, Cartenì F, Bonanomi G, Senatore M, Termolino P, Giannino F, Incerti G, Rietkerk M, Lanzotti V, Chiusano ML. 2015b. Inhibitory effects of extracellular self-DNA: a general biological process? New Phytologist 206: 127–132.
  21. Veresoglou, SD, Aguilar-Trigueros, CA, Mansour, I, Rillig, MC 2015. Self-DNA: a blessing in disguise? New Phytologist 207: 488–490.
  22. Duran-Flores, D, Heil, M. 2015. Growth inhibition by self-DNA: a phenomenon and its multiple explanations. New Phytologist 207: 482–485.
  23. Tani, Katsuji. Roles of Extracellular DNA in Bacterial Ecosystems // Extracellular Nucleic Acids / Katsuji Tani, Masao Nasu. — Springer, 2010. — P. 25–38. — ISBN 978-3-642-12616-1.
  24. Vlassov VV, Laktionov PP, Rykova EY (July 2007). “Extracellular nucleic acids”. BioEssays. 29 (7): 654—67. DOI:10.1002/bies.20604. PMID 17563084. S2CID 32463239.
  25. Finkel SE, Kolter R (November 2001). “DNA as a nutrient: novel role for bacterial competence gene homologs”. Journal of Bacteriology. 183 (21): 6288—93. DOI:10.1128/JB.183.21.6288-6293.2001. PMC 100116. PMID 11591672.
  26. Berne C, Kysela DT, Brun YV (August 2010). “A bacterial extracellular DNA inhibits settling of motile progeny cells within a biofilm”. Molecular Microbiology. 77 (4): 815—29. DOI:10.1111/j.1365-2958.2010.07267.x. PMC 2962764. PMID 20598083.
  27. Whitchurch CB, Tolker-Nielsen T, Ragas PC, Mattick JS (February 2002). “Extracellular DNA required for bacterial biofilm formation”. Science. 295 (5559): 1487. DOI:10.1126/science.295.5559.1487. PMID 11859186.
  28. Hu W, Li L, Sharma S, Wang J, McHardy I, Lux R, Yang Z, He X, Gimzewski JK, Li Y, Shi W (2012). “DNA builds and strengthens the extracellular matrix in Myxococcus xanthus biofilms by interacting with exopolysaccharides”. PLOS ONE. 7 (12). Bibcode:2012PLoSO...751905H. DOI:10.1371/journal.pone.0051905. PMC 3530553. PMID 23300576.
  29. Исследователи обнаруживают наземных животных по ДНК в близлежащих водоёмах. Дата обращения: 1 июня 2024.
  30. Lennon, J. T.; Muscarella, M. E.; Placella, S. A.; Lehmkuhl, B. K. (2018). “How, when, and Where Relic DNA Affects Microbial Diversity”. mBio. 9 (3). DOI:10.1128/mBio.00637-18. PMC 6016248. PMID 29921664.
  31. Nunn, Jack S.; Shafee, Thomas (2022). “Standardised Data on Initiatives – STARDIT: Beta Version”. OSF Preprints. 8 (1): 31. DOI:10.31219/osf.io/w5xj6. PMC 9294764. PMID 35854364. S2CID 242248848.

Литература

  • Schallenberg, Lena; Wood, Susie A.; Pochon, Xavier; Pearman, John K. (2020). “Что может рассказать ДНК в окружающей среде об экосистеме?”. Frontiers for Young Minds. 7. DOI:10.3389/frym.2019.00150. S2CID 210714520.

Ссылки

Категории